I Putu Pandu Setiawan
Jurusan Pendidikan Kimia
Universitas Pendidikan Ganesha
Singaraja, Indonesia
Abstrak
Penelitian ini bertujuan untuk mengisolasi pati dari ubi jalardan menghitung rendemennya serta
mengidentifikasi sifat-sifat dari pati hasil isolasi. Metode yang digunakan dalam
penelitian ini adalah metode analisis kuantitatif dan kualitatif. Objek
penelitian ini adalah sampel padat
berwarna kuning dari ubi jalar. Hasil dari penelitian adalah kristal
pati yang berbentuk bulat dan berwarna putih yang memberikan hasil positif pada
uji iodium, uji molisch, dan bentuk kristal. Persentase rendemen pati adalah 19,16%.
Kata
kunci:
karbohidrat, pati, ubi jalar
Abstract
This
study aim to isolatestarchfromsweet potatoandcalculatethe yieldand
identifythe propertiesofstarchisolated. The method used inthis study is
aquantitative and qualitative analysis. The objectof
this studywas ayellowsolid samplesofsweet potato. Resultsofthe
researchwerecrystallinestarchthat is roundandwhitewhichgives a positive
resultiniodinetest, test molischandcrystalline form.The
percentage ofstarchyieldwas19.16%.
Keywords:carbohydrate, starch, sweet potato
Keywords:carbohydrate, starch, sweet potato
PENDAHULUAN
Karbohidrat merupakan senyawa polihidroksildehida
dan keton polihidroksil atau turunannya yang mempunyai rumus umum Cn(H2O)n.
Karbohidrat dikelompokkan menjadi empat kelompok penting yaitu monosa-karida,
disakarida, oligosakarida, dan polisakarida. Karbohidrat yang tidak
dapat dielektrolisis menjadi senyawa yang lebih sederhana disebut monosakarida.
Karbohidrat yang dapat dihidrolisis menjadi dua molekul monosakarida yang
disebut disakarida. Oligosakarida merupakan karbohidrat yang bila dihidrolisis
menghasilkan tiga hingga sepuluh monosakarida. Selanjutnya, karbohidrat yang
dapat dihidrolisis menjadi banyak molekul monosakarida disebut polisakarida.
Monosakarida merupakan karbohidrat yang tidak dapat dielektrolisis menjadi
senyawa yang lebih sederhana. Monosakarida dapat diklasifikasikan lebih lanjut
menjadi aldosa bila monosakarida mengandung gugus aldehid dan ketosa bila
mengandung gugus keton. Glukosa dan fruktosa merupakan monosakarida dimana glukosa
adalah monomer penyusun amilum. (Nurlita, 2004)
Amilum merupakan salah satu senyawa polisakarida
yang terdiri dari monosakarida yang berikatan melalui ikatan oksigen. Monomer
dari pati adalah glukosa yang berikatan dengan ikatan α(1,4)-glikosidik. Pada
umumnya, amilum mengandung sekitar 20%
fraksi yang dapat larut dalam air disebut amilosa dan sisanya adalah
amilopektin yang tidak larut dalam air. Amilosa dan amilopektin tersusun atas
unit-unit D-(+) –glukosa, tetapi berbeda dalam ukuran dan bentuk molekulnya.
Amilosa merupakan rantai lurus tersusun dari satuan glukosa yang bergabung
melalui ikatan α-(1,4) D-glukosa. Hidrolisis amilosa hanya menghasilkan
disakarida (+)-maltosa dan lebih lanjut hanya monosakarida D-(+)-glukosa.
Sedangkan amilopektin merupakan suatu polisakarida yang jauh lebih besar daripada
amilosa dan mengandung 1000 satuan glukosa atau lebih per molekul dan
menyebabkan sifat lengket. Seperti rantai dalam amilosa, rantai utama dari
amilopektin mengandung 1,4’-α-D-glukosa
dan terdapat percabangan rantai, sehingga terdapat satu glukosa ujung untuk
kira-kira tiap 25 satuan glukosa. Ikatan pada titik percabangan ialah ikatan
1,6’-α-glikosida (Ralph J. Fessenden, 1982). Adapun
struktur dari amilosa dan amilopektin dapat dilihat ditunjukkan pada gambar di
bawah ini.
Gambar 1. Amilosa
Gambar 2. Amilopektin
Amilum penyusun bahan makanan dari tumbuh-tumbuhan
dan banyak dijumpai dalam biji-bijian maupun umbi-umbian contohnya ubi jalar
kuning. Data kandungan karbohidrat pada ubi jalar kuning dapat dilihat pada
tabel berikut.
Tabel 1. Data kandungan gizi ubi
jalar kuning/100 g
No
|
Kandungan
Gizi
|
Banyaknya dalam
|
||
Ubi
Putih
|
Ubi
Merah
|
Ubi
Kuning
|
||
1
|
Kalori
(kal)
|
123,00
|
123,00
|
136,00
|
2
|
Protein
(g)
|
1,80
|
1,80
|
1,10
|
3
|
Lemak (g)
|
0,70
|
0,70
|
0,40
|
4
|
Karbohidrat
(g)
|
27,90
|
27,90
|
32,30
|
5
|
Air (g)
|
68,50
|
68,50
|
-
|
6
|
Serat
kasar
|
0,90
|
1,20
|
1,40
|
7
|
Kadar
gula
|
0,40
|
0,40
|
0,30
|
8
|
Beta
karoten
|
31,20
|
174,20
|
-
|
Berdasarkan data di atas, diketahui bahwa
karbohidrat yang terkandung dalam ubi jalar kuning kuning adalah sebesar
32,30 gram dalam 100 g ubi jalar kuning
kuning. Adapun beberapa pengujian yang biasa dilakukan untuk menentukan
kandungan yang terdapat dalam karbohidrat dapat diuraikan sebagai berikut.
Uji Iodium
Pada uji ini digunakan reagen iodin (larutan I2
dalam KI). Penambahan iodium pada suatu polisakarida akan menyababkan
terbentuknya kompleks adsorpsi berwarna spesifik. Amilum atau pati dengan
iodium mengahasilkan warna biru. Warna biru yang dihasilkan diperkirakan adalah
hasil dari ikatan kompleks antara amilum dengan iodin. Sewaktu amilum yang
telah ditetesi iodin kemudian dipanaskan, warna yang dihasilkan sebagai hasil
dari reaksi yang positif akan menghilang. Dan sewaktu didinginkan warna biru
akan muncul kembali. Di dalam amilum sendiri terdiri dari dua macam amilum
yaitu amilosa yang tidak larut dalam air dingin dan amilopektin yang larut
dalam air dingin. Ketika amilum dilarutkan dalam air, amilosa akan membentuk
micelles yaitu molekul-molekul yang bergerombol dan tidak kasat mata karena
hanya pada tingkat molekuler. (Suja, 2003)
Micelles ini dapat mengikat I2 yang
terkandung dalam reagen iodium dan memberikan warna biru khas pada larutan yang
diuji.
Pada saat pemanasan, molekul-molekul akan saling
menjauh sehingga micellespun tidak lagi terbentuk sehingga tidak bisa lagi
mengikat I2. Akibatnya warna biru khas yang ditimbulkan menjadi
menghilang. Micelles akan terbentuk kembali pada saat didinginkan dan warna
biru khas pun kembali muncul. Warna biru khas yang ditimbulkan sebagai hasil
dari reaksi positif, juga akan hilang jika larutan yang telah positif dalam
pengujian iod ditambah dengan NaOH. Ion Na+ yang bersifat alkalis
akan mengikat iodium sehingga warna biru khas akan memudar dan hilang.(Nurlita,
2002).
Uji Molisch
Karbohidrat dengan zat tertentu akan menghasilkan
warna tertentu yang akan dapat digunakan untuk analisis kualitatif. Bila
karbohidrat direaksikan dengan larutan naftol dalam alkohol kemudian
ditambahkan dengan H2SO4 pekat secara hati-hati pada
batas cairan akan terbentuk furfural yang berwarna ungu. Reaksi ini disebut
reaksi molisch dan merupakan reaksi umum dari karbohidrat.
Tes molisch didasarkan pada reaksi antara α naftol
dengan fultural atau hidroksi metal fultural. Jika dalam suatu cuplikan
terdapat karbohidrat, maka akan terbentuk cicin berwarna merah pada permukaan
lapisan warna merah akan segera berubah dan larutan menjadi warna ungu tua dan
akan terbentuk endapan berwarna ungu. Uji ini sangat efektif untuk senyawa-senyawa
yang dapat didehidrasi oleh asam pekat menjadi senyawa fultural atau senyawa
fultural tersubstitusi seperti hidroksimetil furtural. Warna yang terjadi
disebabkan oleh kondensasi senyawa furtural atau derivatnya dengan α naftol.
Adapun reaksi pembentukan cincin ungu adalah sebagai berikut.
Gambar 4. Pembentukan cincin ungu
Uji benedict dan fehling
Amilum/pati memiliki gugus gula pereduksi. Hal ini
dapat dibuktikan dengan pengujian Benedict yang akan memberikan warna kehijauan
jika hasil reaksi tersebut positif. Larutan amilum yang dipanaskan setelah
diteteskan pada reagen benedict akan memberi warna kehijauan. Dengan demikian,
amilum mengandung gula pereduksi. Larutan tembaga alkalis pada reagen Benedict
bila direaksikan dengan karbohidrat yang memiliki gugus aldehid atau keton
bebas akan terjadi reduksi membentuk Cupro oksida (Cu2O) yang
ditandai dengan warna kehijauan sebagai akibat adanya reduksi Cu2+
menjadi Cu+ yang mengendap sebagai Cu2O (kupro oksida)
berwarna merah bata.
Larutan Benedict dibuat dengan
melarutkan natrium sitrat (Na3C6H5O7.
11H2O) dan zat anhidrous. Melarutkan CuSO4 hidrat ke
dalam air dan memasukkannya perlahan-lahan ke dalam larutan sitrat. Jika dalam
cuplikan tidak terdapat gula pereduksi, maka larutan jernih. Jika terdapat gula
pereduksi, maka akan terbentuk endapan Cu2O.
Larutan Fehling terdiri dari dua
lapisan. Larutan Fehling A dibuat dengan melarutkan kristal Cu (II) sulfat ke
dalam air yang mengandung beberapa tetes asam sulfat encer. Larutan Fehling B
dibuat dengan melarutkan NaOH dan natrium kalium tartarat (garam Rochelle) ke
dalam air. Pereaksi Fehling digunakan dengan mencampurkan Fehling A dan B
dengan volume yang sama. Jika terdapat gula pereduksi pada cuplikan maka warna
biru dari pereduksi Fehling akan hilang dan endapan merah atau kuning dari Cu2O
akan terbentuk.
Hidrolisis dengan asam
Pati atau amilum merupakan polisakarida yang
terdapat pada sebagian besar tanaman, terbagi menjadi dua fraksi yaitu amilosa
dan amilopektin. Amilosa (+- 20 %) memilki strusktur linier dan dengan iodium
memberikan warna biru serta larut dalam air. Fraksi yang tidak larut disebut
amilopektin (+- 80 %) dengan struktur bercabang. Dengan penambahan iodium
fraksi memberikan warna ungu sampai merah. Pati dalam suasana asam bila
dipanaskan akan terhidrolisis menjdi senyawa-senyawa yang lebih sedrhana. Hasil
hidrolisis dapat dengan iodium dan menghasilkan warna biru sampai tidak
berwarna. Hasil akhir hidrolisis dapat ditegaskan dengan uji Benedict. Misalnya
saja sukrosa, jika direaksikan dengan HCl dalam keadaan panas akan
terhidrolisis, lalu menghasilkan glukosan dan fruktosa.
Hidrolisis dengan enzim
Hidrolisis juga dapat dilakukan dengan bantuan enzim amilase
yang terdapat dalam ludah. Oleh enzim amilase, amilum diubah menjadi maltosa. Hidrolisis
amilosa oleh a-amilase terjadi melalui dua tahap. Tahap pertama adalah
degradasi menjadi maltosa dan maltotriosa yang terjadi secara acak. Degradasi
ini terjadi secara cepat diikuti pula dengan menurunnya viskositas dengan
cepat. Tahap kedua relatif lambat dengan pembentukan glukosa dan maltosa
sebagai hasil akhir. Sedangkan untuk amilopektin, hidrolisis dengan a-amilase
menghasilkan glukosa, maltosa dan berbagai jenis a-limit dekstrin yang
merupakan oligosakarida yang terdiri dari 4 atau lebih residu gula yang
semuanya mengandung ikatan a-1,6 glikosidik (Suhartono, 1989 dalam Fazzi,
2010).
Hidrolisis dengan enzim
dapat menghasilkan beberapa produk hidrolisat pati dengan sifat-sifat tertentu
yang didasarkan pada nilai DE (ekuivalen dekstrosa). Nilai DE 100 adalah murni
dekstrosa sedangkan nilai DE 0 adalah pati alami. Hidrolisat dengan nilai DE 50
adalah maltosa, nilai DE di bawah 20 adalah maltodekstrin, sedangkan hidrolisat
dengan DE berkisar antara 20-100 adalah sirup glukosa.
Uji Osazon
Seperti aldehid, aldosa bereaksi dengan
fenilhidrazin menghasilkan fenilhidrazon. Jika fenilhidrazin yang digunakan
berlebihan maka reaksi akan berlangsung lebih lanjut menghasilkan osazon yang
mengandung dua residu fenilhidrazin per molekul. Reaksi yang sama juga dialami
oleh ketosa.
Fenilhidrazin akan mengubah karbohidrat menjadi
osazon yang dengan mudah diisolasi dan dimurnikan melalui kristalisasi.
Pembuatan osazon merupakan salah satu cara yang dapat digunakan untuk
mengidentifikasi karbohidrat baik monosakarida,
oligosakarida, maupun polisakarida karena osazon berupa kristal padat
yang karakteristik. Hal ini disebabkan karena masing-masing
bahan memiliki rantai hidrokarbon yang berbeda-beda pula, ada yang rantai
hidrokarbonya lurus dan ada pula yang bercabang.
Pembentukan kristal
Bentuk
kristal dari pati adalah seperti butiran-butiran. Secara teoritis gambar
kristal pati jika dilihat dengan mikroskop yaitu seperti ditunjukkan pada
gambar.
Gambar 5. Bentuk kristal pati
Untuk mengidentifikasi karbohidrat baik
monosakarida, oligosakarida, maupun polisakarida dapat dibedakan melalui bentuk
kristalnya yang diamati dibawah mikroskop. Adapun bentuk kristalnya dapat
dilihat pada tabel berikut.
No
|
Zat Uji
|
Bentuk Kristal
|
1
|
Maltosa
|
|
2
|
Galaktosa 1 %
|
|
3
|
Glukosa 1 %
|
|
METODE
Penelitian
dilakukan di Laboratorium Kimia Organik jurusan Pendidikan Kimia UNDIKSHA.
Alat dan Bahan
Terdapat beberapa alat dan bahan
yang perlu disiapkan dalam penelitian ini. Alat yang digunakan antara lain cawan petri, gelas kimia, kain kasa, batang pengaduk, spatula, kaca arloji, cawan porselain, neraca analitik, pipet tetes, erlenmeyer, gelas ukur, rak
tabung reaksi, tabung
reaksi, pemanas, mikroskop, kaca preparat, mortar, dan alu.
Bahan-bahan
yang diperlukan dalam penelitian ini adalah Ubi jalar kuning, Aquades,
Kristal iodium, KI, α-naftol, Alkohol, Asam sulfat, Fehling A, Fehling B,
Benedict, Asam klorida, NaOH, Saliva, Fenilhidrazin, dan Asam asetat glasial.
Prosedur
Kerja
Metode
dari penelitian ini adalah metode eksperimen dengan analisis data secara kuantitatif
dan kualitatif. Pada isolasi pati dari ubi jalar, pertama ubi yang cukup besar
dikupas, ditimbang beratnya. Kemudian diparut sampai halus kemudian campurkan
dengan 500mL air dalam gelas kimia besar. Lalu diaduk dengan kuat kemudian
saring dengan kain. Suspensi
dibiarkan mengendap lalu didekantasi. Endapan yang terbentuk dicuci dengan air
sebanyak 2x kemudian dekantasi. Pati yang berhasil diisolasi dipindahkan kedalam
kaca arloji. Kemudian, dikeringkan
dalam oven dan ditimbang pati yang telah kering. Rendemennya dihitung terhadap
berat mula-mula ubi, kemudian diperiksa sifat kimianya.
Pada uji iodium, ditambahkan 9 mL air ke dalam 1mL
larutan koloid dan aduk. Ke dalam larutan tersebut ditambahkan 10 mL air yang mengandung 2 tetes
larutan iodium ( 10 gram kristal iodium dalam 20 gram KI dalam 80 mL air )
larutan ini setara dengan 0,33 ppm pati. Larutan tersebut diencerkan sepuluh
kali. Warnanya diamati.
Pada uji molisch, ditambahkan 2 tetes larutan
α-Naftol kedalam larutan koloid pati (15%
α-Naftol dalam alkohol 95%). Kemudian diteteskan asam sulfat pekat
secara perlahan-lahan melaui dinding tabung, tabung dimiringkan, jangan
tercampur. Warna pada bidang batas campuran diamati.
Pada uji Fehling, ditambahkan campuran larutan
fehling A dan B (1:1) sebanyak 5 mL ke dalam 3 mL larutan koloid pati. Campuran
reaksi dipanaskan dalam penangas air
selama 30 menit. Perubahan yang terjadi diamati.
Pada hidrolisis dengan asam, dimasukkan 4-5 tetes
HCl pekat kedalam 50 mL larutan koloid pati. Campuran dipanaskan dalam penangas
air selama 30 menit. Dinginkan, lalu dinetralkan dengan larutan NaOH 10%. Kemudian
dilakukan uji fehling dan uji iodium.
Pada hidrolisis dengan enzim, ke dalam larutan
koloid pati dimasukkan 1-2 mL saliva (air ludah) dan campur dengan baik. Kemudian
dimasukkan dalam penangas air dengan suhu 38-400C selama 25 menit. Lalu
dilakukan uji fehling dan uji iodium.
Pada uji osazon, ke dalam 5mL larutan koloid pati
dan 5mL larutan koloid pati yang sudah dihidrolisis dimasukkan 3mL reagen fenilhidrazin
(yang baru dibuat) dengan asam asetat glasial 1mL. Kemudian diaduk dan dipanaskan dalam penangas air. Warna dan bentuk kristal
yanng terjadi dibawah mikroskop diamati.
Pada uji bentuk kristal, sedikit pati kering hasil
isolasi ditaruh dalam kaca arloji kemudian dicampur dengan sedikit air.
Teteskan dalam kaca objek. Lalu diamati
dan digambar bentuk kristalnya. Kemudian
dibandingkan bentuk kristalnya dengan hasil percobaan asazon, dibandingkan pula
dengan literatur.
HASIL DAN PEMBAHASAN
Hasil
Hasil yang diperoleh pada penelitian ini adalah
pati kering berwarna putih dengan massa 6,19 gram. Massa ubi halus yang
digunakan adalah 100,00 gram. Massa pati secara teoretis (dalam literatur)
adalah 32,30 gram.
Kadar pati dalam Ubi yang digunakan yaitu sebagai
berikut.
Kadar =
x 100%
=
x 100% = 6,19%
Rendemen yang diperoleh yaitu sebagai berikut.
% rendemen =
x 100%
=
x 100% = 19,16%
Pembahasan
Dalam
praktikum yang ini yang dilakukan adalah mengisolasi pati dari sumbernya yang
dalam hal ini adalah ubi jalar kuning, kemudian mengidentifikasi pati
berdasarkan sifat yang dimiliki serta menghitung hasil rendemen yang diperoleh
yakni membandingkan pati yang diperoleh dengan berat awal sumber yang
digunakan. Dalam mengisolasi zat pati yang terkandung pada ubi jalar kuning,
ubi jalar kuning harus diperkecil ukurannya yakni dapat dengan cara diparut
sebelum nantinya dilarutkan dalam air. Tujuan memperkecil ukuran ini adalah
untuk memperbesar probabilitas larutnya zat pati dalam air dan memperkecil
kemungkinan teroklusinya zat pati dalam ubi jalar kuning.
Zat
pati atau amilum atau starch
merupakan suatu karbohidrat polisakarida yang terkandung dalam ubi jalar
kuning. Amilum terdiri atas dua macam polisakarida yang
kedua-duanya adalah polimer dari glukosa, yaitu amilosa (kira-kira 20-28%) dan
sisanya amilopektin. Amilosa terdiri atas 250-300 unit D-glukosa yang terikat
dengan ikatan a 1,4-glikosidik, jadi molekulnya merupakan rantai terbuka.
Amilopektin juga terdiri atas molekul D-glukosa yang sebagian besar mempunyai
ikatan 1,4-glikosidik dan sebagian lagi ikatan 1,6-glikosidik. Adanya ikatan
1,6-glikosidik ini menyebabkan terjadinya cabang, sehingga molekul amilopektin
berbentuk rantai terbuka dan bercabang. Molekul amilopektin lebih besar
daripada molekul amilosa karena terdiri atas lebih dari 1.000 unit glukosa.
Butir-butir pati tidak larut dalam air dingin tetapi apabila suspensi dalam air
dipanaskan, akan terbentuk suatu larutan koloid yang kental.. Dalam praktikum ini
yang diperoleh adalah kedua jenis zat pati yakni amilosa dan amilopektin. Bukti
diperolehnya kedua jenis zat pati ini adalah ada beberapa pati yang bersifat
keras yang merupakan amilosa dan beberapa zat pati ada yang bersifat lengket
yang merupakan amilopektin. Berdasarkan praktikum ini, dari 100 gram parutan
ubi jalar kuning diperoleh zat pati sebanyak 6,19 gram. Jadi dapat diketahui
bahwa dalam 100 gram parutan ubi jalar kuning mengandung pati sebanyak 6,19
sehingga kadar zat patinya sebesar 6,19%. Secara teoritis berdasarkan literatur
yang diperoleh, kadar zat pati (karbohidrat) dalam ubi jalar kuning kuning 100
gram sebanyak 32,30% sehingga rendemen yang diperoleh sebesar 19,16%. Perbedaan ini disebabkan karena beberapa hal
yakni (1) ubi jalar kuning memiliki kandungan zat pati yang berbeda-beda
tergantung dari optimalnya proses fotosintesis yang menghasilkan karbohidrat,
(2) kemungkinan masih terdapat zat pati pada ampas karena proses pengadukan dan
pemerasan dilakukan secara manual sehingga hasil yang diperoleh belum maksimal,
(3) proses dekantasi dan pencucian zat pati belum optimal sehingga kemungkinan
masih terdapat zat pati pada sisa pencucian dan filtrat dekantasi.
Prosedur
selanjutnya setelah zat pati dalam ubi jalar kuning terisolasi adalah
mengidentifikasi zat pati yang diperoleh berdasarkan sifat-sifatnya. Uji yang
dilakukan terhadap pati hasil isolasi adalah uji iodium, uji Molisch (α-naftol),
uji benedict/uji fehling, uji osazon dan bentuk kristal sedangkan uji yang
dilakukan terhadap pati yang telah dihirolisis oleh asam dan enzim adalah uji
fehling/benedict, uji iodium, uji osazon dan bentuk kristal. Karena
identifikasi ini bersifat kualitatif maka pati yang diperoleh harus dilarutkan
terlebih dahulu sehingga nanti yang diuji adalah larutan pati. Larutan pati
yang diperoleh tidak lah bersifat homogen, namun membentuk larutan agak kenyal
sehingga disebut dengan larutan koloid pati. Untuk membuat larutan koloid pati
maka digunakan air dingin dan air panas. Air dingin digunakan untuk melarutkan
amilopektin sedangkan air panas digunakan untuk melarutkan amilosa.
Uji
iodium merupakan uji identifikasi terhadap adanya karbohidrat khususnya golongan
polisakarida. Dalam uji iodium ini, reagen yang digunakan adalah larutan I2
dalam KI. Larutan ini dibuat dari campuran padatan iodium (I2) dan
padatan KI yang dilarutkan dalam pelarut air. Berdasarkan hasil pengamatan,
ketika penambahan larutan I2 dalam KI ke dalam larutan koloid yang
telah diencerkan, menyebabkan terjadinya perubahan warna. Pada awalnya, larutan
koloid pati yang berwarna bening dicampurkan dengan larutan I2 dalam
KI yang berwarna bening menghasilkan campuran berwarna hijau kehitaman. Hasil
pengamatan sedikit berbeda dengan teori. Secara teori penambahan iodium
menyebabkan terbentuknya warna biru tua. Penambahan iodium ini akan bereaksi
dengan amilum pati membentuk suatu senyawa
kompleks
adsorpsi yang berwarna spesifik yakni khusus pati berwarna biru. Di dalam pati,
terdapat unit-unit glukosa (monosakarida) yang membentuk rantai heliks karena
adanya ikatan dengan konfigurasi pada tiap unit glukosanya. Bentuk ini
menyebabkan zat pati dapat membentuk kompleks dengan molekul iodium yang dapat
masuk ke dalam spiralnya, sehingga menyebabkan warna biru tua pada kompleks
tersebut. Perbedaan ini disebabkan karena perbedaan dalam mengitepretasikan
warna.
Uji
Molisch merupakan uji yang dilakukan untuk medeteksi adanya keberadaan senyawa
karbohidrat. Uji ini akan positif terhadap semua jenis karbohidrat baik
monosakarida, disakarida, oligosakarida, dan polisakarida dimana menggunakan
reagen α-naftol yang nantinya akan memberikan hasil pengamatan berupa cincin
ungu. Dalam praktikum ini, zat pati hasil isolasi memberikan hasil postif
terhadap uji Molisch. Reagen α-naftol dibuat campuran padatan α-naftol dengan
etanol. Penambahan asam sulfat pekat menyebabkan zat pati menjadi terhidrolisis
menjadi monosakarida yang selanjutnya terhidrolisis kembali akibat asam sulfat
menjadi furfural atau metil hidroksi furfural. Senyawa furfural ini kemudian
akan bereaksi dengan α-naftol membentuk senyawa kompleks yang berwarna ungu
yang sering disebut cincin ungu. Cincin ungu ini merupakan batas antara larutan
koloid karbohidrat yang berada di lapisan atas dan larutan asam sulfat yang
berada dilapisan bawah. Persamaan reaksi yang terbentuk pada uji Molisch adalah
sebagai berikut.
Uji
Fehling merupakan uji untuk mendeteksi keberadaan gula pereduksi. Gula
pereduksi merupakan golongan karbohidrat monosakarida yang memiliki gugus
aldehid bebas sehingga dapat mereduksi berbagai macam reduktor, sedangkan
monosakarida ketosa tidak termasuk gula pereduksi karena mengandung gugus
keton. Golongan disakarida, oligosakarida, dan polisakarida yang tersusun oleh
monomer monosakarida yang mengandung gugus aldehid tidak termasuk gula
pereduksi karena tidak terdapat lagi gugus aldehid yang dapat mengalami
mutarotasi karena telah terikat dengan monomer lain. Berdasarkan hasil
pengamatan, uji fehling terhadap zat pati mengindikasikan hasil negatif karena
pati merupakan karbohidrat golongan polisakarida dimana gugus aldehidnya tidak
dapat bermutarotasi menjadi rantai terbuka sehingga tidak dapat mereduksi
reagen fehling atau
reagen
benedict.
Zat amilum + Cu2+[tartarat] + OH-
Proses
selanjutnya adalah hidrolisis pati yang diperoleh dengan asam. Asam yang
digunakan adalah asam klorida (HCl) dan dengan bantuan pemanasan untuk
mempercepat proses hidrolisis pati dengan asam klorida. Pati merupakan
karbohidrat polisakarida yang akan terhidrolisis menjadi disakarida kemudian
terhidrolisis kembali menjadi monosakarida berupa molekul-molekul glukosa.
Setelah terhidrolisis asam, kelebihan asam yang terdapat dalam campuran
dinetralkan dengan NaOH. Penetralan ini bertujuan agar kelebihan asam berubah
menjadi garam akibat bereaksi dengan basa yang menyebabkan tidak ada lagi asam
lagi yang tersisa sehingga untuk uji selanjutnya dapat dilangsungkan dan tidak
mengganggu proses selanjutnya. Setelah ini, uji terhadap hasil hidrolisis
dilakukan untuk mengetahui apakah sudah terhidrolisis sempurna atau belum
terhidrolisis atau terhidrolisis sebagaian. Uji yang dilakukan adalah uji
iodium dan uji fehling. Berdasarkan hasil pengamatan, pada uji iodium menunjukkan perubahan warna yakni menjadi
biru tua. Hal ini mengindikasikan bahwa pati belum terhidrolisis sempurna
karena berdasarkan uji ternyata masih terdapat beberapa pati yang belum terhidrolisis
atau pati yang sudah terhidrolisis sebagian. Karena terhidrolisis sebagaian
maka pati berubah menjadi disakarida dan monosakarida yakni maltosa dan
glukosa. Pada uji fehling memberikan hasil negatif yang mengindikasikan bahwa
pati belum terhidrolisis sempurna.
Proses
selanjutnya adalah menghidrolisis pati dengan bantuan enzim yakni enzim amilase
yang berasal dari saliva (air ludah). Proses hidrolisis ini juga dibantu dengan
pemanasan namun untuk hidrolisis dengan enzim ini harus pada suhu 38-40oC
karena kinerja enzim akan optimal pada suhu tersebut. untuk menguji hasil
hidrolisisnya juga digunakan uji iodium dan uji fehling. Berdasarkan hasil
pengamatan, uji fehling memberikan hasil negatif yang ditandai dengan tidak
adanya perubahan apapun, sedangkan uji iodium memberikan hasil positif yang
ditandai dengan perubahan warna menjadi biru tua. Ini menunjukkan bahwa
hidrolisis pati dengan bantuan enzim menyebabkan semua pati belum terhidrolisis sempurna menjadi
monosakarida yang dalam hal ini adalah glukosa.
Uji
osazon dilakukan pada pati hasil isolasi dan pada hasil hidrolisis. Uji osazon
menggunakan pereaksi fenilhidrazin dan asam glasial (asam asetat). fenilhidrazin bereaksi dengan monosakarida dan beberapa
disakarida membentuk hidrazon dan osazon berupa kristal kuning. Hidrazon
merupakan substansi yang mudah larut (soluble) dan sulit diisolasi
sedang osazon kebalikannya, ia relatif tidak melarut. Reaksi
hanya menyangkut karbon karbonil (yaitu gugus aldehida atau keton) dan karbon
yang berdekatan. Glukosa, fruktosa dan manosa akan membentuk struktur osazon
yang sama karena posisi gugus –OH dan atom H pada atom karbon nomor 3, 4, dan 5
sama.
Untuk mengamati bentuk
kristal dari amilum yang diisolasi caranya adalah dengan membasahi amilum
kering dengan sedikit air kemudian larutan ini diletakkan pada kaca objek dan
diamati. Dari hasil pengamatan terlihat bahwa struktur kristal berupa bulatan.
Jadi, struktur ini menggambarkan struktur granula amilum. Kristal dari pati
hasil isolasi, dan kristal osazon memiliki bentuk yang berbeda karena gugus
yang terikat juga berbeda. Untuk kristal pati hasil isolasi memiliki bentuk
kristal butiran bulat-bulat sedangkan kristal osazon berbentuk bulat agak
meruncing. Perbedaan bentuk kristal ini disebabkan karena masing-masing
karbohidrat memiliki rantai karbon yang berbeda-beda sehingga setiap
karbohidrat memiliki bentuk yang spesifik.
KESIMPULAN
Berdasarkan
percobaan yang telah dilakukan dapat diberikan beberapa simpulan yaituuntuk
mengisolasi zat pati yang terkandung pada ubi jalar kuning maka dilakukan
proses pelarutan parutan ubi jalar kuning ke dalam air, memisahkan ampas ubi
jalar kuning dan mendekantasi zat pati yang terbentuk. Adapun rendemen pati
hasil isolasi sebesar 19,16%.Untuk mengidentifikasi zat pati yang telah
diisolasi dapat menggunakan uji iodium, uji Fehling, Uji Benedict, Uji Molisch,
hidrolisis dengan asam dan enzim, Uji Osazon, dan bentuk kristal.
UCAPAN TERIMAKASIH
Penulis mengucapkan
terima kasih kepada Dr. I Nyoman Tika, M.Si., selaku dosen pengampu, Drs. I
Dewa Putu Subamia, M.Pd., laboran Jurusan Pendidikan Kimia, atas arahan dan
bimbingan selama melakukan penelitian dan Ni Putu Candra Mahayani serta Ni Made
Willy Larashati Anastasia selaku rekan satu kelompok atas dukungan dan
bantuannya dalam penelitian maupun dalam penyelesaian artikel ini.
DAFTAR PUSTAKA
Fessenden, R., &
Fessenden, J. 1982. Kimia Organik Jilid 1.
Jakarta: Erlangga
Nurlita, F., & Suja,
I W. 2004. Buku Ajar Praktikum
Kimia Organik. Singaraja: IKIP Negeri Singaraja
Nurlita, F., Muderawan, I W.
& Suja, I W. 2002. Buku Ajar Kimia
Organik II. Singaraja : IKIP Negeri Singaraja
Suja,
I W. & Muderawan, I W. 2003. Buku
Ajar Kimia Organik Lanjut. Singaraja : IKIP Negeri Singaraja