ISOLASI DAN IDENTIFIKASI KARBOHIDRAT

ISOLASI DAN IDENTIFIKASI KARBOHIDRAT

I Putu Pandu Setiawan

Jurusan Pendidikan Kimia

Universitas Pendidikan Ganesha

Singaraja, Indonesia

e-mail: pandupendog45@gmail.com

Abstrak

Penelitian ini bertujuan untuk mengisolasi pati dari ubi jalardan menghitung rendemennya serta mengidentifikasi sifat-sifat dari pati hasil isolasi. Metode yang digunakan dalam penelitian ini adalah metode analisis kuantitatif dan kualitatif. Objek penelitian ini adalah sampel padat  berwarna kuning dari ubi jalar. Hasil dari penelitian adalah kristal pati yang berbentuk bulat dan berwarna putih yang memberikan hasil positif pada uji iodium, uji molisch, dan bentuk kristal. Persentase rendemen pati adalah 19,16%.

Kata kunci: karbohidrat, pati, ubi jalar

Abstract

This study aim to isolatestarchfromsweet potatoandcalculatethe yieldand identifythe propertiesofstarchisolated. The method used inthis study is aquantitative and qualitative analysis. The objectof this studywas ayellowsolid samplesofsweet potato. Resultsofthe researchwerecrystallinestarchthat is roundandwhitewhichgives a positive resultiniodinetest, test molischandcrystalline form.The percentage ofstarchyieldwas19.16%.
Keywords:carbohydrate, starch, sweet potato

PENDAHULUAN

Karbohidrat merupakan senyawa polihidroksildehida dan keton polihidroksil atau turunannya yang mempunyai rumus umum C_n(H₂O)_n. Karbohidrat dikelompokkan menjadi empat kelompok penting yaitu monosa-karida, disakarida, oligosakarida, dan polisakarida. Karbohidrat yang tidak dapat dielektrolisis menjadi senyawa yang lebih sederhana disebut monosakarida. Karbohidrat yang dapat dihidrolisis menjadi dua molekul monosakarida yang disebut disakarida. Oligosakarida merupakan karbohidrat yang bila dihidrolisis menghasilkan tiga hingga sepuluh monosakarida. Selanjutnya, karbohidrat yang dapat dihidrolisis menjadi banyak molekul monosakarida disebut polisakarida. Monosakarida merupakan karbohidrat yang tidak dapat dielektrolisis menjadi senyawa yang lebih sederhana. Monosakarida dapat diklasifikasikan lebih lanjut menjadi aldosa bila monosakarida mengandung gugus aldehid dan ketosa bila mengandung gugus keton. Glukosa dan fruktosa merupakan monosakarida dimana glukosa adalah monomer penyusun amilum. (Nurlita, 2004)

Amilum merupakan salah satu senyawa polisakarida yang terdiri dari monosakarida yang berikatan melalui ikatan oksigen. Monomer dari pati adalah glukosa yang berikatan dengan ikatan α(1,4)-glikosidik. Pada umumnya, amilum mengandung sekitar 20%  fraksi yang dapat larut dalam air disebut amilosa dan sisanya adalah amilopektin yang tidak larut dalam air. Amilosa dan amilopektin tersusun atas unit-unit D-(+) –glukosa, tetapi berbeda dalam ukuran dan bentuk molekulnya. Amilosa merupakan rantai lurus tersusun dari satuan glukosa yang bergabung melalui ikatan α-(1,4) D-glukosa. Hidrolisis amilosa hanya menghasilkan disakarida (+)-maltosa dan lebih lanjut hanya monosakarida D-(+)-glukosa. Sedangkan amilopektin merupakan suatu polisakarida yang jauh lebih besar daripada amilosa dan mengandung 1000 satuan glukosa atau lebih per molekul dan menyebabkan sifat lengket. Seperti rantai dalam amilosa, rantai utama dari amilopektin mengandung  1,4’-α-D-glukosa dan terdapat percabangan rantai, sehingga terdapat satu glukosa ujung untuk kira-kira tiap 25 satuan glukosa. Ikatan pada titik percabangan ialah ikatan 1,6’-α-glikosida (Ralph J. Fessenden, 1982). Adapun struktur dari amilosa dan amilopektin dapat dilihat ditunjukkan pada gambar di bawah ini.

Gambar 1. Amilosa

Gambar 2. Amilopektin

Amilum penyusun bahan makanan dari tumbuh-tumbuhan dan banyak dijumpai dalam biji-bijian maupun umbi-umbian contohnya ubi jalar kuning. Data kandungan karbohidrat pada ubi jalar kuning dapat dilihat pada tabel berikut.

Tabel 1. Data kandungan gizi ubi jalar kuning/100 g

No	Kandungan Gizi	Banyaknya dalam
		Ubi Putih	Ubi Merah	Ubi Kuning
1	Kalori (kal)	123,00	123,00	136,00
2	Protein (g)	1,80	1,80	1,10
3	Lemak (g)	0,70	0,70	0,40
4	Karbohidrat (g)	27,90	27,90	32,30
5	Air (g)	68,50	68,50	-
6	Serat kasar	0,90	1,20	1,40
7	Kadar gula	0,40	0,40	0,30
8	Beta karoten	31,20	174,20	-

Berdasarkan data di atas, diketahui bahwa karbohidrat yang terkandung dalam ubi jalar kuning kuning adalah sebesar 32,30  gram dalam 100 g ubi jalar kuning kuning. Adapun beberapa pengujian yang biasa dilakukan untuk menentukan kandungan yang terdapat dalam karbohidrat dapat diuraikan sebagai berikut.

Uji Iodium

Pada uji ini digunakan reagen iodin (larutan I₂ dalam KI). Penambahan iodium pada suatu polisakarida akan menyababkan terbentuknya kompleks adsorpsi berwarna spesifik. Amilum atau pati dengan iodium mengahasilkan warna biru. Warna biru yang dihasilkan diperkirakan adalah hasil dari ikatan kompleks antara amilum dengan iodin. Sewaktu amilum yang telah ditetesi iodin kemudian dipanaskan, warna yang dihasilkan sebagai hasil dari reaksi yang positif akan menghilang. Dan sewaktu didinginkan warna biru akan muncul kembali. Di dalam amilum sendiri terdiri dari dua macam amilum yaitu amilosa yang tidak larut dalam air dingin dan amilopektin yang larut dalam air dingin. Ketika amilum dilarutkan dalam air, amilosa akan membentuk micelles yaitu molekul-molekul yang bergerombol dan tidak kasat mata karena hanya pada tingkat molekuler. (Suja, 2003)

Micelles ini dapat mengikat I₂ yang terkandung dalam reagen iodium dan memberikan warna biru khas pada larutan yang diuji.

Pada saat pemanasan, molekul-molekul akan saling menjauh sehingga micellespun tidak lagi terbentuk sehingga tidak bisa lagi mengikat I₂. Akibatnya warna biru khas yang ditimbulkan menjadi menghilang. Micelles akan terbentuk kembali pada saat didinginkan dan warna biru khas pun kembali muncul. Warna biru khas yang ditimbulkan sebagai hasil dari reaksi positif, juga akan hilang jika larutan yang telah positif dalam pengujian iod ditambah dengan NaOH. Ion Na⁺ yang bersifat alkalis akan mengikat iodium sehingga warna biru khas akan memudar dan hilang.(Nurlita, 2002).

Uji Molisch

Karbohidrat dengan zat tertentu akan menghasilkan warna tertentu yang akan dapat digunakan untuk analisis kualitatif. Bila karbohidrat direaksikan dengan larutan naftol dalam alkohol kemudian ditambahkan dengan H₂SO₄ pekat secara hati-hati pada batas cairan akan terbentuk furfural yang berwarna ungu. Reaksi ini disebut reaksi molisch dan merupakan reaksi umum dari karbohidrat.

Tes molisch didasarkan pada reaksi antara α naftol dengan fultural atau hidroksi metal fultural. Jika dalam suatu cuplikan terdapat karbohidrat, maka akan terbentuk cicin berwarna merah pada permukaan lapisan warna merah akan segera berubah dan larutan menjadi warna ungu tua dan akan terbentuk endapan berwarna ungu. Uji ini sangat efektif untuk senyawa-senyawa yang dapat didehidrasi oleh asam pekat menjadi senyawa fultural atau senyawa fultural tersubstitusi seperti hidroksimetil furtural. Warna yang terjadi disebabkan oleh kondensasi senyawa furtural atau derivatnya dengan α naftol. Adapun reaksi pembentukan cincin ungu adalah sebagai berikut.

Gambar 4. Pembentukan cincin ungu

Uji benedict dan fehling

Amilum/pati memiliki gugus gula pereduksi. Hal ini dapat dibuktikan dengan pengujian Benedict yang akan memberikan warna kehijauan jika hasil reaksi tersebut positif. Larutan amilum yang dipanaskan setelah diteteskan pada reagen benedict akan memberi warna kehijauan. Dengan demikian, amilum mengandung gula pereduksi. Larutan tembaga alkalis pada reagen Benedict bila direaksikan dengan karbohidrat yang memiliki gugus aldehid atau keton bebas akan terjadi reduksi membentuk Cupro oksida (Cu₂O) yang ditandai dengan warna kehijauan sebagai akibat adanya reduksi Cu²⁺ menjadi Cu⁺ yang mengendap sebagai Cu₂O (kupro oksida) berwarna merah bata.

Larutan Benedict dibuat dengan melarutkan natrium sitrat (Na₃C₆H₅O₇. 11H₂O) dan zat anhidrous. Melarutkan CuSO₄ hidrat ke dalam air dan memasukkannya perlahan-lahan ke dalam larutan sitrat. Jika dalam cuplikan tidak terdapat gula pereduksi, maka larutan jernih. Jika terdapat gula pereduksi, maka akan terbentuk endapan Cu₂O.

Larutan Fehling terdiri dari dua lapisan. Larutan Fehling A dibuat dengan melarutkan kristal Cu (II) sulfat ke dalam air yang mengandung beberapa tetes asam sulfat encer. Larutan Fehling B dibuat dengan melarutkan NaOH dan natrium kalium tartarat (garam Rochelle) ke dalam air. Pereaksi Fehling digunakan dengan mencampurkan Fehling A dan B dengan volume yang sama. Jika terdapat gula pereduksi pada cuplikan maka warna biru dari pereduksi Fehling akan hilang dan endapan merah atau kuning dari Cu₂O akan terbentuk.

Hidrolisis dengan asam

Pati atau amilum merupakan polisakarida yang terdapat pada sebagian besar tanaman, terbagi menjadi dua fraksi yaitu amilosa dan amilopektin. Amilosa (+- 20 %) memilki strusktur linier dan dengan iodium memberikan warna biru serta larut dalam air. Fraksi yang tidak larut disebut amilopektin (+- 80 %) dengan struktur bercabang. Dengan penambahan iodium fraksi memberikan warna ungu sampai merah. Pati dalam suasana asam bila dipanaskan akan terhidrolisis menjdi senyawa-senyawa yang lebih sedrhana. Hasil hidrolisis dapat dengan iodium dan menghasilkan warna biru sampai tidak berwarna. Hasil akhir hidrolisis dapat ditegaskan dengan uji Benedict. Misalnya saja sukrosa, jika direaksikan dengan HCl dalam keadaan panas akan terhidrolisis, lalu menghasilkan glukosan dan fruktosa.

Hidrolisis dengan enzim

Hidrolisis juga dapat dilakukan dengan bantuan enzim amilase yang terdapat dalam ludah. Oleh enzim amilase, amilum diubah menjadi maltosa. Hidrolisis amilosa oleh a-amilase terjadi melalui dua tahap. Tahap pertama adalah degradasi menjadi maltosa dan maltotriosa yang terjadi secara acak. Degradasi ini terjadi secara cepat diikuti pula dengan menurunnya viskositas dengan cepat. Tahap kedua relatif lambat dengan pembentukan glukosa dan maltosa sebagai hasil akhir. Sedangkan untuk amilopektin, hidrolisis dengan a-amilase menghasilkan glukosa, maltosa dan berbagai jenis a-limit dekstrin yang merupakan oligosakarida yang terdiri dari 4  atau lebih residu gula yang semuanya mengandung ikatan a-1,6 glikosidik (Suhartono, 1989 dalam Fazzi, 2010).

Hidrolisis dengan enzim dapat menghasilkan beberapa produk hidrolisat pati dengan sifat-sifat tertentu yang didasarkan pada nilai DE (ekuivalen dekstrosa). Nilai DE 100 adalah murni dekstrosa sedangkan nilai DE 0 adalah pati alami. Hidrolisat dengan nilai DE 50 adalah maltosa, nilai DE di bawah 20 adalah maltodekstrin, sedangkan hidrolisat dengan DE berkisar antara 20-100 adalah sirup glukosa.

Uji Osazon

Seperti aldehid, aldosa bereaksi dengan fenilhidrazin menghasilkan fenilhidrazon. Jika fenilhidrazin yang digunakan berlebihan maka reaksi akan berlangsung lebih lanjut menghasilkan osazon yang mengandung dua residu fenilhidrazin per molekul. Reaksi yang sama juga dialami oleh ketosa.

Fenilhidrazin akan mengubah karbohidrat menjadi osazon yang dengan mudah diisolasi dan dimurnikan melalui kristalisasi. Pembuatan osazon merupakan salah satu cara yang dapat digunakan untuk mengidentifikasi karbohidrat baik monosakarida, oligosakarida, maupun polisakarida karena osazon berupa kristal padat yang karakteristik. Hal ini disebabkan karena masing-masing bahan memiliki rantai hidrokarbon yang berbeda-beda pula, ada yang rantai hidrokarbonya lurus dan ada pula yang bercabang.

Pembentukan kristal

Bentuk kristal dari pati adalah seperti butiran-butiran. Secara teoritis gambar kristal pati jika dilihat dengan mikroskop yaitu seperti ditunjukkan pada gambar.

Gambar 5. Bentuk kristal pati

Untuk mengidentifikasi karbohidrat  baik monosakarida, oligosakarida, maupun polisakarida dapat dibedakan melalui bentuk kristalnya yang diamati dibawah mikroskop. Adapun bentuk kristalnya dapat dilihat pada tabel berikut.

Tabel 2. Bentuk kristal karbohidrat

No	Zat Uji	Bentuk Kristal
1	Maltosa
2	Galaktosa 1 %
3	Glukosa 1 %

METODE

Penelitian dilakukan di Laboratorium Kimia Organik jurusan Pendidikan Kimia UNDIKSHA.

Alat dan Bahan

            Terdapat beberapa alat dan bahan yang perlu disiapkan dalam penelitian ini. Alat yang digunakan antara lain cawan petri, gelas kimia, kain kasa, batang pengaduk, spatula, kaca arloji, cawan porselain, neraca analitik, pipet tetes, erlenmeyer, gelas ukur, rak tabung reaksi, tabung reaksi, pemanas, mikroskop, kaca preparat, mortar, dan alu.

Bahan-bahan yang diperlukan dalam penelitian ini adalah Ubi jalar kuning, Aquades, Kristal iodium, KI, α-naftol, Alkohol, Asam sulfat, Fehling A, Fehling B, Benedict, Asam klorida, NaOH, Saliva, Fenilhidrazin, dan Asam asetat glasial.

Prosedur Kerja

Metode dari penelitian ini adalah metode eksperimen dengan analisis data secara kuantitatif dan kualitatif. Pada isolasi pati dari ubi jalar, pertama ubi yang cukup besar dikupas, ditimbang beratnya. Kemudian diparut sampai halus kemudian campurkan dengan 500mL air dalam gelas kimia besar. Lalu diaduk dengan kuat kemudian saring dengan kain. Suspensi dibiarkan mengendap lalu didekantasi. Endapan yang terbentuk dicuci dengan air sebanyak 2x kemudian dekantasi. Pati yang berhasil diisolasi dipindahkan kedalam kaca arloji. Kemudian, dikeringkan dalam oven dan ditimbang pati yang telah kering. Rendemennya dihitung terhadap berat mula-mula ubi, kemudian diperiksa sifat kimianya.

Pada uji iodium, ditambahkan 9 mL air ke dalam 1mL larutan koloid dan aduk. Ke dalam larutan tersebut  ditambahkan 10 mL air yang mengandung 2 tetes larutan iodium ( 10 gram kristal iodium dalam 20 gram KI dalam 80 mL air ) larutan ini setara dengan 0,33 ppm pati. Larutan tersebut diencerkan sepuluh kali. Warnanya diamati.

Pada uji molisch, ditambahkan 2 tetes larutan α-Naftol kedalam larutan koloid pati (15%  α-Naftol dalam alkohol 95%). Kemudian diteteskan asam sulfat pekat secara perlahan-lahan melaui dinding tabung, tabung dimiringkan, jangan tercampur. Warna pada bidang batas campuran diamati.

Pada uji Fehling, ditambahkan campuran larutan fehling A dan B (1:1) sebanyak 5 mL ke dalam 3 mL larutan koloid pati. Campuran reaksi dipanaskan dalam penangas air  selama 30 menit. Perubahan yang terjadi diamati.

Pada hidrolisis dengan asam, dimasukkan 4-5 tetes HCl pekat kedalam 50 mL larutan koloid pati. Campuran dipanaskan dalam penangas air selama 30 menit. Dinginkan, lalu dinetralkan dengan larutan NaOH 10%. Kemudian dilakukan uji fehling dan uji iodium.

Pada hidrolisis dengan enzim, ke dalam larutan koloid pati dimasukkan 1-2 mL saliva (air ludah) dan campur dengan baik. Kemudian dimasukkan dalam penangas air dengan suhu 38-40⁰C selama 25 menit. Lalu dilakukan uji fehling dan uji iodium.

Pada uji osazon, ke dalam 5mL larutan koloid pati dan 5mL larutan koloid pati yang sudah dihidrolisis dimasukkan 3mL reagen fenilhidrazin (yang baru dibuat) dengan asam asetat glasial 1mL. Kemudian diaduk dan dipanaskan  dalam penangas air. Warna dan bentuk kristal yanng terjadi dibawah mikroskop diamati.

Pada uji bentuk kristal, sedikit pati kering hasil isolasi ditaruh dalam kaca arloji kemudian dicampur dengan sedikit air. Teteskan dalam kaca objek.  Lalu diamati dan digambar bentuk kristalnya.  Kemudian dibandingkan bentuk kristalnya dengan hasil percobaan asazon, dibandingkan pula dengan literatur.

HASIL DAN PEMBAHASAN

Hasil

Hasil yang diperoleh pada penelitian ini adalah pati kering berwarna putih dengan massa 6,19 gram. Massa ubi halus yang digunakan adalah 100,00 gram. Massa pati secara teoretis (dalam literatur) adalah 32,30 gram.

Kadar pati dalam Ubi yang digunakan yaitu sebagai berikut.

Kadar =  x 100%

          =  x 100% = 6,19%

Rendemen yang diperoleh yaitu sebagai berikut.

% rendemen =  x 100%

                    =  x 100% = 19,16%

Pembahasan

Dalam praktikum yang ini yang dilakukan adalah mengisolasi pati dari sumbernya yang dalam hal ini adalah ubi jalar kuning, kemudian mengidentifikasi pati berdasarkan sifat yang dimiliki serta menghitung hasil rendemen yang diperoleh yakni membandingkan pati yang diperoleh dengan berat awal sumber yang digunakan. Dalam mengisolasi zat pati yang terkandung pada ubi jalar kuning, ubi jalar kuning harus diperkecil ukurannya yakni dapat dengan cara diparut sebelum nantinya dilarutkan dalam air. Tujuan memperkecil ukuran ini adalah untuk memperbesar probabilitas larutnya zat pati dalam air dan memperkecil kemungkinan teroklusinya zat pati dalam ubi jalar kuning.

Zat pati atau amilum atau starch merupakan suatu karbohidrat polisakarida yang terkandung dalam ubi jalar kuning. Amilum terdiri atas dua macam polisakarida yang kedua-duanya adalah polimer dari glukosa, yaitu amilosa (kira-kira 20-28%) dan sisanya amilopektin. Amilosa terdiri atas 250-300 unit D-glukosa yang terikat dengan ikatan a 1,4-glikosidik, jadi molekulnya merupakan rantai terbuka. Amilopektin juga terdiri atas molekul D-glukosa yang sebagian besar mempunyai ikatan 1,4-glikosidik dan sebagian lagi ikatan 1,6-glikosidik. Adanya ikatan 1,6-glikosidik ini menyebabkan terjadinya cabang, sehingga molekul amilopektin berbentuk rantai terbuka dan bercabang. Molekul amilopektin lebih besar daripada molekul amilosa karena terdiri atas lebih dari 1.000 unit glukosa. Butir-butir pati tidak larut dalam air dingin tetapi apabila suspensi dalam air dipanaskan, akan terbentuk suatu larutan koloid yang kental.. Dalam praktikum ini yang diperoleh adalah kedua jenis zat pati yakni amilosa dan amilopektin. Bukti diperolehnya kedua jenis zat pati ini adalah ada beberapa pati yang bersifat keras yang merupakan amilosa dan beberapa zat pati ada yang bersifat lengket yang merupakan amilopektin. Berdasarkan praktikum ini, dari 100 gram parutan ubi jalar kuning diperoleh zat pati sebanyak 6,19 gram. Jadi dapat diketahui bahwa dalam 100 gram parutan ubi jalar kuning mengandung pati sebanyak 6,19 sehingga kadar zat patinya sebesar 6,19%. Secara teoritis berdasarkan literatur yang diperoleh, kadar zat pati (karbohidrat) dalam ubi jalar kuning kuning 100 gram sebanyak 32,30% sehingga rendemen yang diperoleh sebesar 19,16%.  Perbedaan ini disebabkan karena beberapa hal yakni (1) ubi jalar kuning memiliki kandungan zat pati yang berbeda-beda tergantung dari optimalnya proses fotosintesis yang menghasilkan karbohidrat, (2) kemungkinan masih terdapat zat pati pada ampas karena proses pengadukan dan pemerasan dilakukan secara manual sehingga hasil yang diperoleh belum maksimal, (3) proses dekantasi dan pencucian zat pati belum optimal sehingga kemungkinan masih terdapat zat pati pada sisa pencucian dan filtrat dekantasi. 

Prosedur selanjutnya setelah zat pati dalam ubi jalar kuning terisolasi adalah mengidentifikasi zat pati yang diperoleh berdasarkan sifat-sifatnya. Uji yang dilakukan terhadap pati hasil isolasi adalah uji iodium, uji Molisch (α-naftol), uji benedict/uji fehling, uji osazon dan bentuk kristal sedangkan uji yang dilakukan terhadap pati yang telah dihirolisis oleh asam dan enzim adalah uji fehling/benedict, uji iodium, uji osazon dan bentuk kristal. Karena identifikasi ini bersifat kualitatif maka pati yang diperoleh harus dilarutkan terlebih dahulu sehingga nanti yang diuji adalah larutan pati. Larutan pati yang diperoleh tidak lah bersifat homogen, namun membentuk larutan agak kenyal sehingga disebut dengan larutan koloid pati. Untuk membuat larutan koloid pati maka digunakan air dingin dan air panas. Air dingin digunakan untuk melarutkan amilopektin sedangkan air panas digunakan untuk melarutkan amilosa.

Uji iodium merupakan uji identifikasi terhadap adanya karbohidrat khususnya golongan polisakarida. Dalam uji iodium ini, reagen yang digunakan adalah larutan I₂ dalam KI. Larutan ini dibuat dari campuran padatan iodium (I₂) dan padatan KI yang dilarutkan dalam pelarut air. Berdasarkan hasil pengamatan, ketika penambahan larutan I₂ dalam KI ke dalam larutan koloid yang telah diencerkan, menyebabkan terjadinya perubahan warna. Pada awalnya, larutan koloid pati yang berwarna bening dicampurkan dengan larutan I₂ dalam KI yang berwarna bening menghasilkan campuran berwarna hijau kehitaman. Hasil pengamatan sedikit berbeda dengan teori. Secara teori penambahan iodium menyebabkan terbentuknya warna biru tua. Penambahan iodium ini akan bereaksi dengan amilum pati membentuk suatu senyawa kompleks adsorpsi yang berwarna spesifik yakni khusus pati berwarna biru. Di dalam pati, terdapat unit-unit glukosa (monosakarida) yang membentuk rantai heliks karena adanya ikatan dengan konfigurasi pada tiap unit glukosanya. Bentuk ini menyebabkan zat pati dapat membentuk kompleks dengan molekul iodium yang dapat masuk ke dalam spiralnya, sehingga menyebabkan warna biru tua pada kompleks tersebut. Perbedaan ini disebabkan karena perbedaan dalam mengitepretasikan warna.

Uji Molisch merupakan uji yang dilakukan untuk medeteksi adanya keberadaan senyawa karbohidrat. Uji ini akan positif terhadap semua jenis karbohidrat baik monosakarida, disakarida, oligosakarida, dan polisakarida dimana menggunakan reagen α-naftol yang nantinya akan memberikan hasil pengamatan berupa cincin ungu. Dalam praktikum ini, zat pati hasil isolasi memberikan hasil postif terhadap uji Molisch. Reagen α-naftol dibuat campuran padatan α-naftol dengan etanol. Penambahan asam sulfat pekat menyebabkan zat pati menjadi terhidrolisis menjadi monosakarida yang selanjutnya terhidrolisis kembali akibat asam sulfat menjadi furfural atau metil hidroksi furfural. Senyawa furfural ini kemudian akan bereaksi dengan α-naftol membentuk senyawa kompleks yang berwarna ungu yang sering disebut cincin ungu. Cincin ungu ini merupakan batas antara larutan koloid karbohidrat yang berada di lapisan atas dan larutan asam sulfat yang berada dilapisan bawah. Persamaan reaksi yang terbentuk pada uji Molisch adalah sebagai berikut.

Uji Fehling merupakan uji untuk mendeteksi keberadaan gula pereduksi. Gula pereduksi merupakan golongan karbohidrat monosakarida yang memiliki gugus aldehid bebas sehingga dapat mereduksi berbagai macam reduktor, sedangkan monosakarida ketosa tidak termasuk gula pereduksi karena mengandung gugus keton. Golongan disakarida, oligosakarida, dan polisakarida yang tersusun oleh monomer monosakarida yang mengandung gugus aldehid tidak termasuk gula pereduksi karena tidak terdapat lagi gugus aldehid yang dapat mengalami mutarotasi karena telah terikat dengan monomer lain. Berdasarkan hasil pengamatan, uji fehling terhadap zat pati mengindikasikan hasil negatif karena pati merupakan karbohidrat golongan polisakarida dimana gugus aldehidnya tidak dapat bermutarotasi menjadi rantai terbuka sehingga tidak dapat mereduksi reagen fehling atau reagen benedict.

Zat amilum + Cu²⁺[tartarat] + OH^-

Zat amilum + Cu²⁺[sitrat] + OH^-

Proses selanjutnya adalah hidrolisis pati yang diperoleh dengan asam. Asam yang digunakan adalah asam klorida (HCl) dan dengan bantuan pemanasan untuk mempercepat proses hidrolisis pati dengan asam klorida. Pati merupakan karbohidrat polisakarida yang akan terhidrolisis menjadi disakarida kemudian terhidrolisis kembali menjadi monosakarida berupa molekul-molekul glukosa. Setelah terhidrolisis asam, kelebihan asam yang terdapat dalam campuran dinetralkan dengan NaOH. Penetralan ini bertujuan agar kelebihan asam berubah menjadi garam akibat bereaksi dengan basa yang menyebabkan tidak ada lagi asam lagi yang tersisa sehingga untuk uji selanjutnya dapat dilangsungkan dan tidak mengganggu proses selanjutnya. Setelah ini, uji terhadap hasil hidrolisis dilakukan untuk mengetahui apakah sudah terhidrolisis sempurna atau belum terhidrolisis atau terhidrolisis sebagaian. Uji yang dilakukan adalah uji iodium dan uji fehling. Berdasarkan hasil pengamatan, pada uji iodium  menunjukkan perubahan warna yakni menjadi biru tua. Hal ini mengindikasikan bahwa pati belum terhidrolisis sempurna karena berdasarkan uji ternyata masih terdapat beberapa pati yang belum terhidrolisis atau pati yang sudah terhidrolisis sebagian. Karena terhidrolisis sebagaian maka pati berubah menjadi disakarida dan monosakarida yakni maltosa dan glukosa. Pada uji fehling memberikan hasil negatif yang mengindikasikan bahwa pati belum terhidrolisis sempurna.

Proses selanjutnya adalah menghidrolisis pati dengan bantuan enzim yakni enzim amilase yang berasal dari saliva (air ludah). Proses hidrolisis ini juga dibantu dengan pemanasan namun untuk hidrolisis dengan enzim ini harus pada suhu 38-40^oC karena kinerja enzim akan optimal pada suhu tersebut. untuk menguji hasil hidrolisisnya juga digunakan uji iodium dan uji fehling. Berdasarkan hasil pengamatan, uji fehling memberikan hasil negatif yang ditandai dengan tidak adanya perubahan apapun, sedangkan uji iodium memberikan hasil positif yang ditandai dengan perubahan warna menjadi biru tua. Ini menunjukkan bahwa hidrolisis pati dengan bantuan enzim menyebabkan semua pati  belum terhidrolisis sempurna menjadi monosakarida yang dalam hal ini adalah glukosa.

Uji osazon dilakukan pada pati hasil isolasi dan pada hasil hidrolisis. Uji osazon menggunakan pereaksi fenilhidrazin dan asam glasial (asam asetat). fenilhidrazin bereaksi dengan monosakarida dan beberapa disakarida membentuk hidrazon dan osazon berupa kristal kuning. Hidrazon merupakan substansi yang mudah larut (soluble) dan sulit diisolasi sedang osazon kebalikannya, ia relatif tidak melarut. Reaksi hanya menyangkut karbon karbonil (yaitu gugus aldehida atau keton) dan karbon yang berdekatan. Glukosa, fruktosa dan manosa akan membentuk struktur osazon yang sama karena posisi gugus –OH dan atom H pada atom karbon nomor 3, 4, dan 5 sama.

Untuk mengamati bentuk kristal dari amilum yang diisolasi caranya adalah dengan membasahi amilum kering dengan sedikit air kemudian larutan ini diletakkan pada kaca objek dan diamati. Dari hasil pengamatan terlihat bahwa struktur kristal berupa bulatan. Jadi, struktur ini menggambarkan struktur granula amilum. Kristal dari pati hasil isolasi, dan kristal osazon memiliki bentuk yang berbeda karena gugus yang terikat juga berbeda. Untuk kristal pati hasil isolasi memiliki bentuk kristal butiran bulat-bulat sedangkan kristal osazon berbentuk bulat agak meruncing. Perbedaan bentuk kristal ini disebabkan karena masing-masing karbohidrat memiliki rantai karbon yang berbeda-beda sehingga setiap karbohidrat memiliki bentuk yang spesifik.

KESIMPULAN

Berdasarkan percobaan yang telah dilakukan dapat diberikan beberapa simpulan yaituuntuk mengisolasi zat pati yang terkandung pada ubi jalar kuning maka dilakukan proses pelarutan parutan ubi jalar kuning ke dalam air, memisahkan ampas ubi jalar kuning dan mendekantasi zat pati yang terbentuk. Adapun rendemen pati hasil isolasi sebesar 19,16%.Untuk mengidentifikasi zat pati yang telah diisolasi dapat menggunakan uji iodium, uji Fehling, Uji Benedict, Uji Molisch, hidrolisis dengan asam dan enzim, Uji Osazon, dan bentuk kristal.

UCAPAN TERIMAKASIH

Penulis mengucapkan terima kasih kepada Dr. I Nyoman Tika, M.Si., selaku dosen pengampu, Drs. I Dewa Putu Subamia, M.Pd., laboran Jurusan Pendidikan Kimia, atas arahan dan bimbingan selama melakukan penelitian dan Ni Putu Candra Mahayani serta Ni Made Willy Larashati Anastasia selaku rekan satu kelompok atas dukungan dan bantuannya dalam penelitian maupun dalam penyelesaian artikel ini.

DAFTAR PUSTAKA

Fessenden, R., & Fessenden, J. 1982. Kimia Organik Jilid 1. Jakarta: Erlangga

Nurlita, F., & Suja,  I W. 2004. Buku Ajar Praktikum Kimia Organik. Singaraja: IKIP Negeri Singaraja

Nurlita, F., Muderawan, I W. & Suja, I W. 2002. Buku Ajar Kimia Organik II. Singaraja : IKIP Negeri Singaraja

Suja, I W. & Muderawan, I W. 2003. Buku Ajar Kimia Organik Lanjut. Singaraja : IKIP Negeri Singaraja

Read More